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Arquivo para julho, 2012

Tirinhas do Lab

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Métodos de preservação de alimentos

História da conservação de alimentos – o uso de gelo

História da conservação de alimentos – a fábrica de conservas em latas

Fábrica de conservas em latas

História da conservação dos alimentos – a lata e o abridor de latas

A lata e o abridor de latas

História da conservação de alimentos – o desafio de Napoleão

Napoleão estimulou que se desenvolve-se um método de conservação de alimentos. O resultado foi a criação da conservação de alimentos em frascos de vidro.

Appert desenvolveu um método de conservação de alimentos em frascos de vidro no início do século XIX.

NORMAS DE SEGURANÇA NO LABORATÓRIO DE MICROBIOLOGIA (I)

Dessecador para vácuo

Copo becker

Bureta graduada

Recomendações gerais no preparo de meio de cultura

RECOMENDAÇÕES GERAIS
􀂃 Evitar usar meios vencidos (liofilizados e prontos para uso); se usar, certificar-se com o controle de crescimento de que realmente está funcionando.

􀂃 Não usar meios prontos para uso em tubos ou placas que estejam ressecados.

􀂃 Observar com atenção para as instruções de alguns inóculos que são específicos para alguns meios de cultura.

􀂃 Recomenda-se o uso de tubos com tampa de rosca, pois evitam o ressecamento rápido do meio (tamanho dos tubos utilizados geralmente são de 11 por 100 mm).

􀂃 As placas de Petri são de 50, 90 ou 150 mm de diâmetro.

􀂃 Todos os meios confeccionados devem ser devidamente identificados com o nome, data de fabricação, data de validade e tipo de armazenamento.

􀂃 Todos os meios de placa devem ser embalados em filme plástico PVC transparente para evitar o ressecamento.

􀂃 Evitar o uso de sacos plásticos para embalar as placas, pois a água de condensação formada facilita a proliferação de fungos; para meios de cultura em tubos, colocar em sacos plásticos, procurando tirar o excesso de ar.

Minha bactéria preferida

Tá certo que  não tem grande relação com a microbiologia de alimentos, mas esta bactéria foi a primeira com a qual trabalhei. E é a minha predileta.

Aggregatibacter actinomycetemcomitans, ou, A.a.

A imagem foi obtida no blog MEIO DE CULTURA. Aproveite para conhecer:

http://scienceblogs.com.br/meiodecultura/2012/05/microrganismo-de-sexta-aa/

 

Preparo de meio de cultura

PREPARAÇÃO E DISTRIBUIÇÃO DE MEIOS DE CULTURA

􀂃 Os meios comerciais devem ser hidratados em pequena quantidade de água até que todo o meio fique úmido e só depois deve-se acrescentar o restante da água.

􀂃 Os meios preparados não comerciais, devem ser pesados separadamente em papel manteiga ou papel alumínio e adicionados em um único frasco (normalmente em béquer), hidratar em pequena quantidade de água até que todo o meio fique úmido e só depois deve-se acrescentar o restante da água.

􀂃 Sempre que for necessário levar o meio para fundir, usar vidro Pyrex, aquecer sobre a tela de amianto ou similar e tripé, no bico de Bunsen.

􀂃 Usar sempre luvas térmicas apropriadas para laboratório para manipular vidrarias quentes;

􀂃 Sempre que for usado o termo “esterilizar em autoclave”, o tempo de esterilização é de 15 minutos e a temperatura de 121ºC.

􀂃 Sempre que for usado o termo “esterilizar por filtração”, usar o filtro com porosidade de 0,22 micra, recomendado para partículas bacterianas.

􀂃 Quando distribuir o meio antes de autoclavar, os tubos não precisam estar esterilizados;

􀂃 Quando distribuir o meio após a autoclavação, os tubos, frascos, placas, pipetas e vidrarias ou materiais auxiliares obrigatoriamente devem ser estéreis.

􀂃 Os meios devem ser autoclavados com as tampas semi-abertas, para que a esterilização seja por igual em todo o conteúdo dos tubos – tampas fechadas não permitem a entrada do vapor.

REFERÊNCIAS

Instituto Superior Técnico. Preparação de meios de cultura sólidos. Disponível em: http://www.e-escola.pt/topico.asp?id=275.

Por dentro da tecnologia de alimentos. Meios de cultivo. Disponível em: http://tecnologiadealimentos.wordpress.com/meios-de-cultura/

BRASIL. ANVISA. Descrição dos meios de cultura empregados nos exames microbiológicos. Disponível em: http://www.anvisa.gov.br/servicosaude/microbiologia/mod_4_2004.pdf

Método do estriamento em placa

O método de estriamento em placa permite a obtenção de colônias bacterianas puras, ou seja, formadas a partir de uma unidade formadora de colônia.

O procedimento se inicia pela esterilização de uma alça de platina (flambando-a na chama do bico de Bunsen), lembrando-se de permitir seu resfriamento por alguns segundos.

Após o resfriamento, obtêm-se um inóculo a partir de o crescimento bacteriano em caldo. Realiza-se o inóculo em meio sólido em um ponto, e esteriliza-se a alça de platina, antes de disseminar o inóculo sobre o meio de cultivo sólido. Inicialmente, realiza-se o espalhamento a partir do inóculo em linhas horizontais. E, na sequência, a partir, destas linhas, produz-se zigues-zagues do inóculo em ângulos de 90º. Isto permitirá, após a incubação, a obtenção de colônias puras.

Observe que as placas de Petri são incubadas invertidas (ou seja, com a tampa para baixo). Isto é importante para prevenir contaminação do meio pela água de condensação.

Durante a incubação as bactérias multiplicarão e formarão colônias.

A flambagem da alça de platina entre cada mudança de sentido do repique, garantirá a redução do inóculo no estriamento que permitirá a obtenção de colônias puras.

 

Estriamento em placa

Observe que no início, o pesquisador flamba a alça de platina. Verifique que a alça é flambada na vertical e não na horizontal, e estendendo a flambagem até a haste da alça de platina.

Em seguida, pega o fundo da placa de Petri (que está invertida – tampa para baixo) e toca em uma porção do meio de cultivo (sem crescimento) a ponta da alça de platina para garantir seu resfriamento. E, posteriormente, pesca um porção de uma colônia bacteriana.

Devolve o fundo placa de Petri, e repica a colônia bacteriana em um novo meio de cultivo. Observer que utiliza movimentos de zigue-zague (em forma de Z) no novo meio de cultivo previamente esterilizado. Inicia na porção superior e vai até a extremidade oposta. Devolvendo o meio de cultivo inoculado à tampa e flambando, novamente, a alça de platina.

A operação foi inteiramente realizada na “área estéril” gerada pela chama do bico de Bunsen, que tem um diâmetro de 30 cm, aproximadamente. Neste campo estéril, a placa de Petri com o meio de cultivo pode ser aberto sem risco de contaminação.

micropó ao macropó

Campylobacter jejuni

Agitador vórtex

Balança de precisão

As balanças de precisão são caracterizadas pela exatidão na pesagem. Ideal para laboratórios, a balança de precisão é um instrumento fundamental que possibilita pesquisas, produção, controle de qualidade, gerenciamento de dado.

A balança eletrônica de precisão são caracterizadas por elementos eletrônicos e constituída por uma bandeja sobre uma célula de carga, que é comprimida durante a pesagem, gerando um sinal elétrico que, enviado ao microprocessador, resulta em uma leitura em um mostrador exibindo o peso calculado.

 

Amostragem da unidade analítica pela técnica do esfregaço de superfície (esponja)

Técnica do esfregaço de superfície com esponja em carne vermelha

A amostragem deve ser obtida e testada para Salmonella, podendo ser utilizada ainda para (2) aeróbios totais, e (3) Enterobacteriaceae.

A técnica utilizando “swab” pode ser utilizada para aeróbios totais e Enterobacteriaceae, mas não para Salmonella.

Cada carcaça exigirá uma esponja esterilizada e 10mL do diluente.

A esponja (mínimo de 50 cm2) deve ser umidificada, de forma homogenea, com solução salina 0,9% não tamponada.

A esponja deve ser manuseada assepticamente, e usada para a amostragem assim que a carne tenha sido inspecionada e antes da refrigeração.

Selecione (aleatoriamente) um dos lados da carcaça e inicie a pressionar a esponja a partir da perna traseira e realize um movimento firme de varredura até a porção mais dianteira, de forma ondulada, pelo flanco da carcaça. Pode ser necessário a utilização de escada para alcançar toda a carcaça suspensa.

Para calcular a área amostrada, multiplique a largura da esponja (10 cm) pelo comprimento da carcarça (em cm). A medida da carcaça não requere precisão, pode ser estimada. Exemplo: 10 cm x 100 cm = 1.000 cm2.

O valor da área amostra é registrado para permitir calcular o número de bactérias por cm2. Devem ser anotados dados da carcaça (origem, número de identificação, espécie).

A esponja utilizada deve ser fechada no saco que a acompanha, e colocada em uma caixa térmica (isopor) contendo blocos de gelo ou gelo picado. Não deve ser congelada, mas mantida a frio (0º a 4ºC), evitando o crescimento bacteriano, e deve ser analisada dentro de 24 horas.

Este teste deve ser aplicado em matadouros, por amostragem. Para carne de gado, deve ser realizado semanalmente, e analisadas cinco (05) amostras de carcaças por sessão. O resultado de 10 semanas consecutivas (ou seja, 50 amostras) deve ser utilizado na análise de qualidade. Na amostragem contínua, a cada nova semana coletada, exclui-se uma semana mais antiga.

Os testes para Salmonella são registrados como PRESENTE ou AUSENTE. Mais de 2 de 50 amostras com detecções de Salmonella gado bovino ou caprino são inaceitáveis. Enquanto, mais de 5 de 50, em suínos são inaceitáveis.

REFERÊNCIAS

FOOD STANDARDS AGENCY. Sponge sampling of red meat carcasses. disponível em: http://www.ukmeat.org/RedMeatCarcasses.htm.

 

Amostragem da unidade analítica pela técnica do esfregaço de superfície (“swab”)

 

Swab ou zaragatoa

Pseudomonas aeruginosa

Vibrio parahaemolyticus

Listeria monocytogenes

A emergência de Listeria monocytogenes como patógeno alimentar surgiu na década de 1980 devido à ocorrência de surtos e casos esporádicos ligados ao consumo de alimentos.

Esta bactéria é psicotrófica, ou seja, pode desenvolver-se e multiplicar-se em alimentos mantidos sob refrigeração. Além disso, é capaz de formar biofilmes, o que torna difícil sua remoção e a torna mais resistente a antibióticos e desinfetantes.

Esta bactéria pode causar aborto, septicemia, encefalite e meningite, com alta taxa de mortalidade entre neonatos, idosos e imunocomprometidos.

Listeria spp. já foram relatadas em vegetais, camarão, carnes, leites e derivados, ambientes como esgotos e solo, mas no Brasil ainda não há relato de casos clínicos relacionado ao consumo de alimentos.

O gênero Listeria inclui L. monocytogenes, L. innocua, L. ivanovii, L. welshimeri, L. seeligeri e L. grayi.

Listéria spp. são bacilos Gram positivos, com dimensões de 0,4-0,5µm por 0,5-2 µm, anaeróbico facultativo, que não formam esporos. As colônias são acinzentada ou azul esverdeadas. São catalase positivas e oxidase negativa, crescendo em ampla faixa de pH (6-8), e embora possa crescer em diversas temperaturas, sua faixa de crescimento ótimo é em torno de 30-37°C.

Listeria cresce em meio de cultivo comuns, tais como Brain Heart Infusion (BHI) e Ágar Tripticase de Soja (TSA), sendo ainda capaz de hidrolisar esculina e crescer na presença de 10-40% de bile e em concentrações salinas de 10%.

PATOGÊNESE POR Listeria monocytogenes

Listeria monocytogenes é capaz de invadir macrófagos e uma variedade de células não fagocíticas (células endoteliais, hepatócitos).

A invasão de enterócitos e/ou das células M das placas de Peyer constitui a primeira etapa para atravessar a barreira intestinal. Já na lâmina própria, as bactérias são fagocitadas por macrófagos que são drenados pelos vasos linfáticos, alcançando a corrente sanguínea até chegar ao baço e ao fígado.

No fígado, bactérias são fagocitadas por células de Kupffer (macrófagos do fígado) que destroem 90% das bactérias, mas as que restam acabam por infectarem os hepatócitos iniciando a infecção sistêmica.

A bactéria fagocitada, escapa do fagossoma e é liberada para o citossol, onde multiplica-se. No citossol, a bactéria é recoberta por filamentos de actina (da células hospedeira) o que permite a sua movimentação dentro da célula hospedeira. A bactéria pode se movimentar até alcançar a membrana citoplasmática, provocando a formação de protrusões que são internalizadas pela célula vizinha. Na célula vizinha, ocorre tudo de novo.

 

Clostridium perfringens

Bacillus cereus

Salmonella

Staphylococcus aureus

Escherichia coli

Microscópio de luz transmitida

Vidro de relógico

Bico de Bunsen

bico de Bunsen é um dispositivo usado para efectuar aquecimento de soluções em laboratório.

Este queimador, muito usado no laboratório, é formado por um tubo com orificios laterais, na base, por onde entra o ar, o qual se vai misturar com o gás que entra atraves do tubo de borracha.

O bico de Bunsen foi aperfeiçoado por Robert Wilhelm Bunsen, partir de um dispositivo desenhado por Michael Faraday.

O bico de Bunsen queima em segurança um fluxo contínuo de gás sem haver o risco da chama se propagar pelo tubo até o depósito de gás que o alimenta.

Diz-se que a área estéril do bico de bunsen seja de 30 cm.

Quando a janela do Bico de Bunsen está fechada, sua chama é igual à de uma vela, pois a reação ocorre apenas com o oxigênio que está em volta e sua chama fica mais fraca.

Quando se usa o bico de Bunsen, deve-se primeiramente fechar a entrada de ar; em seguida, um fósforo deve ser aceso perto do ponto mais alto da câmara de mistura, daí, a válvula de gás pode ser aberta, dando origem a uma chama grande e amarela que desprende fuligem (figura abaixo 1). Esta chama não tem uma temperatura suficiente para o aquecimento de substância alguma, para conseguir uma chama mais “quente”, a entrada de ar deve ser aberta até que se consiga uma chama azul (figura abaixo 4); isto ocorre porque o oxigênio mistura-se com o gás, tornando a queima deste mais eficiente.

REFERÊNCIAS:

http://pt.wikipedia.org/wiki/Bico_de_Bunsen

http://www.proenc.iq.unesp.br/index.php/quimica/300-bico-bunsen

Balão de fundo chato

balão de fundo chato destina-se a destilações químicas, seu uso é semelhante ao balão de fundo redondo, porém mais apropriado aos aquecimentos sob refluxo e pode ser apoiado sob superfícies planas.

Modo de usar

Colocar o balão em posição horizontal e acrescentar a solução desejada. O balão de fundo chato, não é graduado, pois não é utilizado para se obter volumes precisos.

Dependendo da técnica empregada, pode-se utilizar tampa ou algum outro objeto para tampar a boca do balão.

Precaução

Cuidado ao manipular soluções quentes ou agressivas, sempre utilize roupas adequadas, como avental, luvas e óculos de proteção.

REFERÊNCIAS:

http://pt.wikipedia.org/wiki/Bal%C3%A3o_de_fundo_chato

http://www.escolavirtual.pt/assets/conteudos/downloads/10fqa/1fqa5101pdf01.pdf?width=965&height=600

http://www.erviegas.com.br/pdf/153509.pdf

Lâmina de vidro para microscopia

Lâmina para microscópio ou para microscopia é uma peça retangular, normalmente de vidro (embora possa ser também de quartzo, policarbonato, poliestireno, acrílico ou modificações deste). Estes materiais podem ter sua superfície tratada com PTFE, poli-L-lisina e silicones.

São produzidas variando em dimensões, mais comumente no tamanho de 26 x 76 mm nos países que adotam o sistema métrico, medidas originárias do tamanho de 1 por 3 polegadas (25,4 x 76,2 mm) (tamanho que tornou-se padrão para a construção de microscópios).

Variam em espessura, usualmente têm a espessura de 1 a 1,3 mm.

Podem ter uma ou duas extremidades fosqueadas, com a finalidade de ali se escrever anotações ou rotulá-las.

Podem ter as bordas simplesmente cortadas ou lapidadas, tornando seu uso mais seguro por causa do caráter cortante do vidro.

Para algumas aplicações, podem ter uma de suas superfícies completamente ou regionalmente fosqueada, quando não se faz necessária a transparência e é adequado um determinado contraste.

São ainda, para algumas aplicações, “escavadas”, formando cavidades destinadas a reter volumes de líquidos a serem examinados ao microscópio. Para as lâminas ditas escavada, normalmente é usado em sua fabricação o vidro plano de 2 mm de espessura, e as escavações, concavidades, tem normalmente 15 a 18 mm de diâmetro e 1 a 1,5 mm de profundidade. Placas de vidro com mais de 3 escavações, escavações maiores e mais profundas, e com espessura maior que 2 mm, normalmente são classificadas como placas de toque e não são consideradas nem usadas normalmente em microscopia, e se destinam normalmente a reações químicas em pequena escala.

 

REFERÊNCIAS:

http://pt.wikipedia.org/wiki/L%C3%A2mina_(microscopia)

 

Proveta

proveta é um instrumento quase cilíndrico de medida para líquidos.

Possui uma escala de volumes razoavelmente rigorosa.

Pode ser fabricada em vidro ou plástico, com volumes que normalmente variam entre 1 e 2000 mililitros.

Embora seja mais exata que os copos de graduados, para a medição de volumes mais precisos é preferível o uso das pipetas.

REFERÊNCIAS:

http://pt.wikipedia.org/wiki/Proveta

http://www.fcf.usp.br/Departamentos/FBF/Disciplinas/Farmacotecnica/instrumentos/PROVETA1.htm

http://www.escolavirtual.pt/assets/conteudos/downloads/10fqa/1fqa5101pdf01.pdf?width=965&height=600

 

Rolha de algodão

Tubos de ensaio

Tubo de ensaio é um recipiente de vidro alongado e cilíndrico usado para efetuar reações químicas de pequena escala com pequenas quantidades de reagente de cada vez.

Pode ser aquecido diretamente na chama do bico de Bunsen.

O diâmetro de abertura fica entre 1 e 2cm e o cumprimento fica entre 5 e 20cm. Possui, geralmente, uma borda grossa na abertura, o que facilita o despejo de seu conteúdo em outros recipientes.

REFERÊNCIAS:

http://pt.wikipedia.org/wiki/Tubo_de_ensaio

http://www.escolavirtual.pt/assets/conteudos/downloads/10fqa/1fqa5101pdf01.pdf?width=965&height=600

 

Frasco de Erlenmeyer

Balão de Erlenmeyer (em alemão: Erlenmeyerkolben) é um frasco em balão, usado como recipiente no laboratório, inventado pelo químico alemão Emil Erlenmeyer.

Feito de material de vidro, plástico, policarbonato transparente ou polipropileno transparente, é ideal para armazenar e misturar produtos e soluções, cultivo de organismos e tecidos e predominantemente usado em titulações. Pode ser utilizado, também, para o aquecimento de soluções.

Sua parede em forma de cone invertido evita que o líquido em seu interior espirre para fora.

Apresenta variações de tamanhos de bocas, tampas de vidro esmerilhado e plástico e inclusive estrias em suas paredes para melhor homogenização de soluções. Algumas variações incluem tampa, inclusive rosqueável.

REFERÊNCIA:

http://pt.wikipedia.org/wiki/Erlenmeyer_(bal%C3%A3o)

http://www.escolavirtual.pt/assets/conteudos/downloads/10fqa/1fqa5101pdf01.pdf?width=965&height=600

http://www.midlandsci.com/customer/miscne/specpages/Flasks%20Erlenmeyer.pdf

Alça de Drigalski

Alças de Drigalski descartáveis são hastes de plástico em formato de “L” e são utilizadas para espalhar amostras líquidas na superfície do ágar contidos nas placas de Petri. A sua base deve ser completamente lisa, livre de pontas ou imperfeições, permitindo distribuição da amostra líquida de forma homogênea sobre a superfície do ágar, sem cortá-lo.

REFERÊNCIAS:

http://www.interlabdist.com.br/dados/produtos/bula/doc/1548ca6fd719272.pdf

Pipetador manual (pera)

Os dispositivos de pipetagem são dispositivos para auxiliar a sucção em pipetas.

Nunca se deve utilizar a boca para pipetar, porque além do risco de aspiração ou de ingestão, torna fácil a inalação de aerossóis. Utilizar um dos vários tipos de bulbos, pêra ou pipetadores.

São considerados equipamentos de proteção coletiva (EPCs).

PERAS

Pêras são de borracha e possuem três bolinhas que têm as letras “A”, “S” e “E”. A primeira (“A”) serve para retirar todo o ar da pera antes desta ser aplicada à pipeta; a segunda (“S”) serve para fazer o líquido subir, e a última (“E”) para expulsar o líquido. Além disso, para expulsar a última gota, quando se está trabalhando com pipetas totais, é só apertar o orifício na extremidade lateral da pêra (ao lado da bolinha “E”).

 

Os pipetadores do tipo roldana possuem uma roda que ao ser deslizada para cima suga o líquido e este vai sendo descartado através de um “botão”.

Quando se estiver trabalhando com pipetas totais deve-se apertar a extremidade deste pipetador para descartar a última gota.

Tais pipetadores são utilizados segundo suas cores, sendo o amarelo para volumes de até 0,2mL; o azul para volumes de até 2,0mL; o verde para volumes até 10mL e o vermelho para volumes até 25mL.

 

 

Pipetas

Os instrumentos de medição são essenciais para qualquer laboratório ou indústria que necessita de medições corretas de volumes. A qualidade dos resultados das análises é dependente da exatidão com que são medidos os volumes das amostras ensaiadas ou dos reagentes adicionados.

Mesmo os mais sofisticados instrumentos automáticos de análise oferecem resultados confiáveis somente quando o material volumétrico empregado na preparação de reagentes e amostras for suficientemente preciso e direcionado ao uso pretendido.

A calibração e o uso adequado dos instrumentos de medição têm grande influência no resultado final de um ensaio. É importante avaliar e reduzir, onde for possível, os erros sistemáticos e aleatórios que possam influenciar o bom desempenho do laboratório.

PIPETAS

Pipetas são usadas para transferência de volumes pré-estabelecidos de um recipiente para outro.

Para os diversos usos em laboratórios de análise em geral, existem diversos tipos de pipetas, como as pipetas de vidro e pipetas automáticas (mecânicas e eletrônicas).

Pipeta volumétrica (ou transferidora): planejada para medir um volume fixo de líquido, constituindo-se de um bulbo cilíndrico contendo um tubo estreito em cada extremidade (ver figura 1-A). A marca de calibração do volume fica gravada na parte superior do tubo. A parte inferior do tubo se afina gradualmente, de modo que o calibre interno na extremidade da pipeta seja suficientemente fino para que o fluxo do líquido e a drenagem incompleta não causem erros de medição além da tolerância especificada.

Estas pipetas são calibradas para utilização em medida de amostras não viscosas. A exatidão da calibração desta pipeta é diretamente proporcional à sua capacidade.

Pipeta graduada (ou medidora): Consiste em um tubo de vidro graduado uniformemente em seu comprimento (ver figura 1B e 1C). Existem 2 tipos:

Pipeta graduada de escoamento parcial: calibrada entre duas marcas, apresenta no topo duas linhas coloridas;

Pipeta graduada de escoamento total (sorológica): graduada até a extremidade inferior, apresenta no topo uma linha colorida.

Estas pipetas são planejadas para medidas de volumes pré-determinados e não são consideradas exatas para medir amostras e padrões.

CUIDADOS NECESSÁRIOS PARA USO CORRETO DAS PIPETAS

Não pipetar com a boca. Utilizar sempre um dispositivo para a pipetagem (ver postagem sobre dispositivos de pipetagem);

Utilizar pipetas íntegras, descartar as pipetas que apresentem pontas quebradas;

Utilizar pipetas limpas e secas;

Utilizar pipetas com volume total o mais próximo possível do volume a ser medido;

– Para medidas de soluções viscosas, evitar que o líquido ultrapasse muito a marca de medida, limpar a parte externa da pipeta e lavar a mesma várias vezes na solução que irá receber o material pipetado;

Nas soluções incolores coloca-se o menisco inferior na marca de calibração enquanto que nas soluções coradas o acerto se faz na parte superior do menisco (ver Figura 2);

Os olhos devem estar posicionados na altura da leitura do menisco (ver figura 3);

Utilizar a pipeta sempre na posição vertical (tanto para aspirar como para desprezar o líquido);

O fluxo do líquido deve ser contínuo.

EVITANDO A PARALAXE

A superfície de um líquido confinado num tubo estreito exibe uma curvatura marcante, ou menisco, que consiste na interface entre o ar e o líquido a ser medido.

Para acerto do menisco, seu olho deve estar no nível da superfície do líquido para assim evitar um erro devido à paralaxe (ver figura 3).

Paralaxe é um fenômeno que ocorre através da observação errada do valor da escala analógica do instrumento, devido ao ângulo de visão.

REFERÊNCIA:

LABTEST. INFOTEC. Uso correto de pipetas. 2010. 4p. Disponível em: http://www.google.com.br/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&sqi=2&ved=0CH4QFjAA&url=http%3A%2F%2Fwww.labtest.com.br%2Fdownload.php%3Fa%3D7598&ei=-HkaUIuhDure0gHo9IGYBg&usg=AFQjCNHmRLsCsQT0n7t8iaCJKBZLJKBalw&sig2=u-qEimAmOzHU0IAYmbrbOw . Acesso em: 02 de agosto de 2012.

USO CORRETO DE PIPETAS

Placa de Petri

 

DICAS:

1. Anotações referentes à data, tipo de atmosfera, origem da amostra, tipo bacteriano, e pesquisador responsável devem ser disponibilizados na tampa da placa de Petri;

2. Uso de papel filtro na tampa, pelo lado interno, pode ser útil para evitar formação de água de condensação que poderia contaminar o meio de cultivo;

3. As placas devem ser incubadas em posição invertida, ou seja, com a tampa para baixo. Isto evita a formação de água de condensação.

Referências:

http://hardydiagnostics.com/articles/Petri-Invention.pdf

Oi, devotas de Annapurna

Annapurna é a deusa hindu da colheita ou dos alimentos. Assim, nos guiará na conservação da fonte de nossa vida. O alimento já nos é entregue na união dos gametas e formação do zigoto, e nos acompanhará por toda a vida.

Este blog vai servir de apoio a nossos encontros em sala de aula na Faculdade Piauiense – Parnaíba.

Assim, sejam bem vindas ao bacilos na sopa.

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